ELISA实验常见问题解析
ELISA（酶联免疫吸附实验）是指将可溶性的抗原或抗体吸附到聚苯乙烯等固相载体上，进行免疫反应的定性和定量方法。是免疫学研究中最常用的方法之一，可用于测定抗原，也可用于测定抗体。许多人觉得ELISA检测一般有试剂盒或者方法步骤简单，其实在实验过程和结果分析中大家会遇到各种问题，今就和大家分析一下常见的问题，希望对大家有所帮助。
一、ELISA实验前准备
试剂盒的选择
ELISA操作前，应做好实验的设计、选择适合自己检测范围和灵敏度的试剂盒、提前订购和准备试剂及耗材、处理样本等准备工作。
样本处理
在收集标本前需有一个完整的计划，需要清楚要检测的成份是否足够稳定。ELISA检测提倡新鲜标本尽早检测，对收集后当天就进行检测的标本，及时储存在4℃备用，如有特殊原因需要周期收集标本，请取材后，将标本及时分装后放在-20℃或-80℃条件下保存。因冰室与室温存在一定温差，蛋白极易降解，直接影响实验质量，所以避免反复冻融。
二、ELISA实验中的洗涤
洗涤是ELISA实验中是最多次数的操作，也是非常重要的步骤。不严格的洗涤容易出现洗不干净或交叉污染现象，实验重复效果差的现象。不管用多道加样器、洗瓶、吸管，还是洗板机，严格按照说明书操作不要减少步骤洗涤的洗涤体积、洗涤时间和洗涤次数。注意标准化操作将减少实验误差和不同实验之间的误差。操作者常出现洗板不干净现象，请比照以下操作
a)洗液不要溢出孔外，以免污染相邻的孔，特别是每次洗板的前两遍，若高浓度的孔污染了低浓度的孔或空白孔，其造成的交叉污染的孔是洗不掉的，背景肯定会增高。
b)特别注意：设计实验的时候要考虑实验孔的位置，保证甩掉洗液时，空白孔、低浓度孔或阴性对照组在上面或一侧或分开最好。同时注意甩掉洗液的动作翻转（从正上方旋转120－150度）要迅速、干脆。甩板不要手腕左右摇摆、旋转来甩液体，甩出后以直线方式补2－3次甩出液体。
c)用干净的滤纸，不要用卫生纸，因为细小粉尘或者碎屑容易吸附到孔底，导致洗板不干净，结果偏高或偏低，重复孔的数值也会相差很大。
d)每次拍板不要重复在一个地方拍，特别是洗去酶的步骤；拍板不宜过轻，否则拍不干净，拍板很用力不会对蛋白有什么影响。但注意不要太重，以至把板条给拍断。每次洗板后轻叩几下，最后一次一定要扣干净。
e)不能减少洗液体积、洗板时间和次数。洗板时间太短，洗板效果不佳。延长洗板时间和增加洗板次数可以使背景更干净。
三、常见问题解析
1、ELISA试验出现非常弱的结果，常见有7种原因，其解决方法如下：
1)可能原因：温育的时间或者温度不够；
解决方法：校正温育箱温度。
2)可能原因：显色反应时间太短；
解决方法：校正定时钟准确定时。
3)可能原因：所用配制缓冲液的蒸馏水有问题；
解决方法：使用新鲜合格的蒸馏水。
4)可能原因：加入抗体/酶的稀释液浓度太低；
解决方法：按照说明书保存试剂盒和准确配制工作液。校正移液器，吸嘴要配套，装吸嘴时要紧密。
5)可能原因：酶标仪滤光片不正确；
解决方法：检查酶标仪使用的滤光片。
6)可能原因：试剂盒没有充分平衡；
解决方法：试剂室温平衡至少20分钟，确保所有试剂已平衡至室温。
7)可能原因：不正确的试剂储存方式；
解决方法：按照说明书要求保存试剂盒。
2、试验的标准曲线和测定的重复性差，这是什么原因造成的？
答：试验的标准曲线和测定的重复性差，这是典型的由测定操作引起的问题，常见原因如下：
a)可能原因：加样本及试剂量不准；孔间不一致；
解决方法：校正移液器，吸嘴要配套，装吸嘴时要紧密。
重复某一样品时，加样时间尽可能与第一次接近；
重复测定标本，操作条件、人员等应尽可能与上次保持一致，以排除这些因素造成的不一致的可能性；
样品稀释前应充分混匀。
b)可能原因：加样过快，孔间发生污染；
解决方法：重复测定标本，操作条件、人员等应尽可能与上次保持一致，以排除这些因素造成的不一致的可能性；加样不要过快。
c)可能原因：加错样本；
解决方法：检查记录和试剂，是否加错样本。
d)可能原因：加样本及试剂时，加在孔壁上部非包被区；
解决方法：加样枪头不要贴壁。
e)可能原因：不同批号试剂盒中组分混用；
解决方法：不同批号试剂盒中组分不可混用。
f)可能原因：温育时间、洗板、显色时间不一致；
解决方法：检查时间是否一致。
g)可能原因：孔内污染杂物；
解决方法：离心样品，排除杂物。
h)可能原因：试剂/样品没有混匀；
解决方法：充分混匀样品和试剂。
3、 试验结果白板，而且阳性对照不显色，应如何分析和查找原因？
答：试验结果白板，常见原因如下：
a)可能原因：漏加或者误加试剂；
解决方法：检查试验记录和剩余试剂。每次加液前均应核对标签。
b)可能原因：试剂过期；
解决方法：使用有效期内的产品。
c)可能原因：洗板液配制中出现问题，如量筒不干净含HRP酶抑制物（叠氮钠等）；
解决方法：使用干净的器皿，正确配制试剂。
d)可能原因：温育的时间或温度不够；
解决方法：校正温育箱温度。
e)可能原因：抗体失活或者丢失；
解决方法：更换抗体或者提高抗体浓度
f)可能原因：酶失活或者丢失
检查方法：把工作浓度的酶再稀释20－100倍，取5uL加入50ul的显色底物，终止后显色是否能达到1.0左右，此为酶的粗略估计。
解决方法：更换酶或者提高酶的浓度。
g)可能原因：显色底物失活
检查方法：加少量的工作浓度的酶，TMB是否很快显色。
解决办法：更换显色底物.
4. 试验结果空白背景高，这是什么原因造成的？
答：试验结果空白背景高，常见原因如下：
a)可能原因：洗板不干净；
解决方法：充分洗涤，彻底拍干；洗板要防止交叉污染；浓缩洗液准确配制；吸嘴尽可能一次性使用；加样或加酶拍板的滤纸应弃去不用，不要反复使用，否则易造成污染。
b)可能原因：显色液变质或者试剂过期；
解决方法：检查试剂盒有效期。
c)可能原因：试剂稀释有误，如加酶的浓度过高；
解决方法：请按说明书所示稀释倍数配制；
d)可能原因：蒸馏水受酶等污染；
解决方法：使用新鲜蒸馏水；
e)可能原因：试剂混用；
解决方法：不同批号试剂勿混用。
f)可能原因：培养箱温度超过37℃或反应时间过长。
解决方法：显色反应时间适当缩短。
最后一问：OD值换算成样本浓度，出现了负值，该如何处理
1.血清浓度过高，大分子杂蛋白遮盖了抗原表位，检测血清时要做相应的稀释（按试剂盒说明书建议）；
2.标准曲线只取下面的4~5个浓度，把样本的OD值全包括，这样就把标准曲线的下端（样本浓度集中的一段）放大了。
3.把0pg/ml点的OD值降低，低于最低样本的OD值，同时保证标准曲线的相关系数（r>0.98），这样低的样本值是正值，高的样本值会更高。
4.拟合标准曲线时，用四参数拟合分析。
